Recommandations au sujet de la qualité des eaux utilisées à des fins récréatives au Canada

6. Échantillonnage et analyse microbiologique

6.1 Échantillonnage

Dans les recherches sur la qualité des eaux utilisées à des fins récréatives, l'objet de l'échantillonnage est d'obtenir des parties aliquotes qui soient aussi représentatives que possible des propriétés microbiologiques de la région. L'échantillonnage doit être effectué pendant la saison de baignade, mais le meilleur moment est quand les eaux utilisées à des fins récréatives sont suspectées d'être une source de maladies d'origine hydrique. Il n'est sans doute pas nécessaire de procéder à un échantillonnage régulier dans toutes les zones où l'eau est utilisée à des fins récréatives. Les données historiques, associées à une évaluation annuelle de l'hygiène du milieu, peuvent indiquer qu'il suffit de procéder à un échantillonnage occasionnel. Par contre, s'il s'est produit une détérioration de la qualité de l'eau, il est indispensable de procéder à une surveillance systématique de la zone. Une telle méthode permettra aux fonctionnaires de la santé de concentrer leurs ressources sur les plages de qualité douteuse. Nous allons maintenant étudier les facteurs à prendre en considération pour établir un programme d'échantillonnage efficace permettant d'opti-miser l'estimation des bactéries fécales indicatrices dans les eaux utilisées à des fins récréatives.

6.1.1 Choix des lieux d'échantillonnage

La plupart des plans d'eau utilisés à des fins récréatives manquent souvent d'homogénéité en ce qui concerne leurs propriétés microbiologiques, ce qui rend nécessaire un échantillonnage en plusieurs points. Les sites d'échantillonnage doivent être choisis en fonction des informations rassemblées au cours de l'évaluation de l'hygiène du milieu. D'une manière idéale, les sites choisis doivent être représentatifs de la qualité de l'eau dans toute la zone où se produisent les contacts avec les baigneurs. La sélection des sites doit se faire en portant une attention particulière aux conditions strictement locales qui peuvent influencer les concentrations et la distribution des micro-organismes indicateurs et des agents pathogènes.

Les sites d'échantillonnage doivent comprendre les points où règne la plus grande activité des baigneurs ainsi que les points périphériques sujets à une pollution fécale externe. Les apports d'eau naturels ou artificiels déversant des eaux de pluie ou des eaux usées peuvent conférer à certaines sections d'un plan d'eau des propriétés microbiologiques très différentes de celles des eaux dans leur ensemble. Le degré d'hétérogénéité peut également être influencé par les pluies, la vitesse et la direction du vent, ainsi que par les marées. Dans le cas des plans d'eau plus vastes, la contribution des phénomènes locaux est quelque peu diminuée par l'importance de la masse des eaux en question.

L'importance du choix des sites d'échantillonnage a été examinée dans un certain nombre d'études. Brenniman et ses collaborateurs (1981), dans une étude du programme d'échantillonnage des eaux sur deux plages du lac Érié, ont observé que les concentrations de micro-organismes indicateurs variaient de façon significative selon l'heure et le jour du prélèvement, mais pas sur le plan de la diversité des différents sites d'échantillonnage dans les zones consacrées à la baignade. Les auteurs ont conclu que, sur les plages dans lesquelles la dispersion des apports fécaux est incomplète, il est nécessaire d'effectuer des échantillonnages à divers endroits ainsi que pendant les péri-odes de fréquentation maximale par les baigneurs.

Quand l'eau a été agitée par l'activité des baigneurs ou par la personne qui prélève les échantillons, il faut envisager de faire les prélèvements sous la surface de l'eau lorsque celle-ci est à hauteur de gué (Warrington, 1989). Récemment, deux études épidémiologiques ont mis en lumière l'importance de l'échantillonnage en eau peu profonde fréquentée par de jeunes enfants (Fattal et coll., 1986; Seyfried, 1987).

6.1.2 Fréquence de l'échantillonnage

Un échantillon d'eau apporte une estimation quantitative des bactéries présentes dans un site particulier à un moment déterminé. Plus on augmentera le nombre de prélèvements, plus les données obtenues seront représentatives de la qualité de l'eau en général.

Les échantillons doivent être prélevés à intervalles irréguliers pendant les périodes d'activités maximales (p. ex., en milieu d'après-midi, en fin de semaine ou pendant les vacances, comme le recommandait Sherry en 1986), ainsi qu'au moment où l'on peut escompter la contamination fécale maximale (p. ex., périodes de ruissellement des eaux de pluie et des vents forts venant du large qui remuent les sédiments de fond). Si la concentration des micro-organismes indicateurs présente une fluctuation cyclique (p. ex., déversement d'effluents à intervalles réguliers ou variations en fonction des marées) ainsi que le montrent Churchland et Kan (1982), les échantillons doivent être prélevés pendant toutes les phases du cycle, en plus des périodes de forte fréquentation par les baigneurs.

La fréquence minimale recommandée pour l'échantillonnage dans le cadre des enquêtes systématiques est de cinq prélèvements pour chaque site effectués au cours d'une période ne dépassant pas 30 jours. La fréquence d'échantillonnage doit être augmentée sur les plages qui présentent une plus forte fréquentation par les baigneurs ou sur celles qui sont reconnues pour avoir des eaux de qualité médiocre, ou sur celles où l'on soupçonne la présence de maladies d'origine hydrique associées aux activités de baignade. Le nombre des prélèvements sera déterminé à partir de l'identification des sites d'échantillonnage décrits précédemment. Un échantillonnage occasionnel suffira pour les régions qui, depuis un certain temps, ont une eau de qualité acceptable. Cependant, si les informations rassemblées avant la saison des baignades indiquent que la qualité de l'eau s'est détériorée, il est nécessaire d'établir une surveillance systématique.

Quand les analyses indiquent qu'un seul échantillon contient plus de 4000 Escherichia coli ou coliformes fécaux/L ou plus de 700 entérocoques/L, il est nécessaire de procéder à un nouvel échantillonnage de la zone. Le nombre d'échantillons prélevés ainsi que la distribution de leurs emplacements doivent être suffisants pour indiquer les sources possibles de contamination.

6.1.3 Méthodes de prélèvement des échantillons d'eau

Les échantillons destinés à l'examen microbiologique doivent être prélevés au moyen de bouteilles stériles, d'une contenance de 200 à 500 mL, «sans danger pour l'environnement». Quand le prélèvement est fait à la main, la bouteille doit être tenue d'une main, près de la base et plongée dans l'eau le goulot vers le bas. On penche légèrement la bouteille vers le haut pour déloger l'air et on la pousse en avant, contre le courant, en l'éloignant du bateau ou de la plate-forme d'échantillonnage, afin d'éviter la contamination. L'échantillonnage doit être effectué à une profondeur de 15 à 30 cm sous la surface, qu'il s'agisse d'une eau profonde ou peu profonde. Quand le prélèvement est effectué à l'aide d'une perche d'échantillonnage, la bouteille doit être fixée dans son support de la façon recommandée, puis on retire le couvercle et on recueille l'échantillon en faisant le même mouvement que pour recueillir un échantillon à la main, en dirigeant la bouteille en amont et en l'éloignant de l'échantillonneur.

Dans les deux méthodes, une fois la bouteille sortie de l'eau, il faut verser une petite quantité de l'échantillon de façon à laisser une couche d'air permettant de mélanger l'échantillon avant d'effectuer l'analyse. On remet ensuite le bouchon, on étiquette la bouteille et on la place dans une glacière. Les échantillons doivent être prélevés et traités individuellement. Les échantillons mélangés ne sont pas acceptables.

6.1.4 Méthodes de prélèvement des échantillons de sédiments

Quand les observations indiquent que des plages pourraient être la source de maladies d'origine hydrique chez les baigneurs, il est recommandé de procéder à des échantillonnages de sédiments en vue d'une analyse de dépistage des germes pathogènes suspectés. De nombreuses enquêtes ont montré que les micro-organismes indicateurs de pollution et les bactéries pathogènes ont des périodes de survie prolongées dans les sédiments (p. ex., Burton et coll., 1987).

Les échantillons de sédiments peuvent être prélevés au moyen d'un bocal stérile à large ouverture et d'une contenance variant entre 250 et 500 mL, en observant les mêmes précautions aseptiques que pour le prélèvement des échantillons d'eau. Dans les eaux peu profondes, le bocal est poussé le long du fond afin de recueillir les matières se trouvant à l'interface sédiments-eau, jusqu'à ce qu'il soit à moitié plein. L'excès d'eau est rejeté, et l'échantillon est conservé selon les recommandations précédemment décrites. En eau plus profonde, on peut utiliser des bennes preneuses de Ponar ou d'Ekman, qui servent également à recueillir des invertébrés benthiques (American Public Health Association 1989). Quand les sédiments sont ramenés à la surface, un sous-échantillon est transféré de façon aseptique de la partie centrale des matières recueillies vers le bocal stérile.

6.1.5 Conservation et entreposage des échantillons

Des échantillons d'eau et de sédiments doivent être maintenus entre 1 et 5 °C et être traités dans les 30 heures suivant leur prélèvement. Pour le transport au laboratoire, les bouteilles d'échantillons doivent être placées dans une glacière contenant de la glace fondante ou des sachets frigorifiques. Pour éviter toute contamination, il faut éviter l'immersion totale des bouteilles dans l'eau. Les échantillons ne doivent jamais être congelés. Si l'on utilise des sachets frigorifiques, les échantillons doivent être protégés du contact direct de façon à éviter la congélation. La conservation à l'obscurité dans ces conditions (ou à 4 ou 5 °C dans un réfrigérateur) diminue le problème de prolifération et de mortalité pour une période allant jusqu'à 30 heures après le prélèvement. Une étude sur la conservation des échantillons, effectuée par Dutka et El-Shaarawi en 1980, indique que lorsque les échantillons d'eau sont entreposés à 1,5 °C, les concentrations de micro-organismes indicateurs restent stables pendant au moins 24 heures. La température de l'eau à l'origine, pas plus que la charge en bactéries et en nutriments, ne semble pas affecter la conservation.

Si les résultats des analyses doivent être utilisés en justice, ils doivent être livrés au laboratoire dans les six heures qui suivent leur prélèvement et être analysés dans les deux heures qui suivent leur réception, avec preuve de possession continue (American Public Health Association 1989).

6.2 Méthodes d'analyse microbiologique

6.2.1 Escherichia coli et coliformes fécaux

La 16^e édition de Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater (American Public Health Association, 1989) contient deux méthodes officielles de numération des coliformes fécaux : la technique de fermentation en tubes multiples ou méthode du nombre le plus probable (NPP) et la méthode de la membrane filtrante (MF).

Fermentation en tubes multiples ou méthode du nombre le plus probable (NPP)

Cette technique n'est pas une numération véritable des bactéries; c'est une méthode statistique qui permet d'obtenir un indice, qui est le nombre le plus probable de bactéries présentes dans un échantillon. Une série de tubes (généralement cinq, avec un nombre égal de témoins) de bouillon au lauryl tryptose est ensemencée avec des quantités décimales de l'échantillon; après un séjour de 48 heures à l'étuve à 35 °C, on détermine les tubes qui montrent la présence d'un développement des bactéries ou une production de gaz. Les tubes positifs sont repiqués dans un bouillon EC et portés à l'étuve à 44,5 °C pendant 24 heures. La présence de gaz produit au cours d'une période ne dépassant pas 24 heures est considérée comme une réaction positive et indique la présence de coliformes d'origine fécale. Le nombre de tubes positifs par dilution est comparé à un tableau des NPP qui donne une estimation du nombre le plus probable de coliformes fécaux par 100 mL d'échantillon. Si l'on désire obtenir une estimation de E. coli, les tubes positifs en bouillon EC sont étalés sur gélose EMB et mis à l'étuve à 35 °C pendant 24 heures; les colonies isolées sont alors repiquées et identifiées par les techniques IMViC systématiques.

Cette méthode exige beaucoup de temps, de grandes quantités de milieux de culture ainsi que beaucoup de verrerie et d'espace dans les étuves; il faut en outre attendre 72 heures pour obtenir une confirmation. À l'exception des eaux troubles ou suspectées de contenir des micro-organismes nocifs, elle a été remplacée par la technique de la membrane filtrante. Cependant, l'addition de 4-méthylumbelliférone glucuronide (MUG) aux bouillons contenant des coliformes et des coliformes fécaux en vue de la détection directe de E. coli, décrite par Feng et Hartman (1982), devrait rendre plus facile et plus rapide la numération de E. coli dans les échantillons troubles.

Technique de la membrane filtrante (MF)

Dans cette méthode, les coliformes fécaux sont comptés directement. L'eau (en général 100 mL) passe à travers un filtre qui retient les bactéries; le filtre est déposé sur la surface d'un milieu approprié (un bouillon mFC pour les coliformes fécaux) et mis à incuber. Après un séjour de 24 heures dans un bain-marie à 44,5 °C, on compte les colonies bleues caractéristiques des coliformes fécaux, et leur nombre est enregistré comme étant le nombre de coliformes fécaux par 100 mL d'échantillon. Avec les eaux utilisées à des fins récréatives qui sont contaminées par des eaux usées, il peut être nécessaire de diluer l'échantillon pour éviter d'obtenir un trop grand nombre de colonies sur la membrane. On a également décrit une méthode qui consiste à mettre la membrane à l'étude dans des conditions anaérobies, de façon à inhiber la croissance des bactéries non coliformes (Doyle et coll., 1984). Un inconvénient du bouillon mFC est son incapacité à faire la distinction entre E. coli et d'autres espèces thermotolérantes fermentant le lactose. Afin de résoudre ce problème, on a mis au point une méthode MF qui permet de faire les numérations d'E. coli dans l'eau (Dufour et coll., 1981). Cette méthode utilise un milieu (mTEC) pour les bactéries Gram-négatives lactose positives, une étape de réanimation pour les micro-organismes stressés et un test à l'uréase in situ destiné à différencier E. coli (uréase négatif) des autres coliformes fécaux thermotolérants (dont la plupart sont uréase positifs). Cette méthode devrait permettre de compter les E. coli dans la plupart des eaux de surface. Cependant, comme certaines sous-espèces de Klebsiella pneumoniae sont également uréases négatives, la méthode risque de ne pas être utile pour les eaux recevant des effluents industriels dont on sait qu'ils contiennent de hauts niveaux de Klebsiella pneumoniae. Dans ce cas, il serait sans doute plus approprié d'utiliser le milieu mTEC comprenant de l'indoxyl bêta-D-glucoside (Shaw et Cabelli, 1980). Plus récemment, on a envisagé l'incorporation de 4-méthylumbelliférone glucuronide (MUG) dans les divers milieux destinés aux coliformes fécaux, afin d'augmenter leur spécificité à E. coli (Freier et Hartman, 1987; Brodsky, 1989; Young, 1989). Divers laboratoires du Canada sont sans doute désireux d'évaluer si ces méthodes sont applicables aux eaux utilisées à des fins récréatives de leurs régions.

Les avantages de la technique MF sont les suivants : économie d'espace, de temps et d'équipement, possibilité d'examiner des volumes d'eau importants, rapidité et facilité des examens et degré de reproductibilité important. Grâce à un équipement portatif, on peut l'employer directement sur place.

L'utilisation généralisée de la méthode MF a donné naissance à certains problèmes imprévus. De nombreux chercheurs ont montré qu'il existait des différences très importantes entre différentes marques de membranes en ce qui concerne leur capacité de récupérer les coliformes fécaux des eaux naturelles. Par exemple, Tobin et Dutka (1977) ont conclu que les membranes filtrantes n'avaient pas toutes la même capacité de récupérer les bactéries contenues dans les échantillons d'eau, et ils ont insisté sur la nécessité d'une normalisation. À part les différences entre les filtres de diverses marques, de nombreuses études ont également montré que la méthode du NPP permettait souvent d'obtenir une meilleure récupération des coliformes fécaux que la technique MF. On pense que les bouillons utilisés dans la méthode du NPP offrent un environnement plus favorable que le milieu sélectif et la structure membranaire de la technique MF pour la récupération et la croissance des coliformes fécaux stressés. Enfin, malgré ce problème, la technique MF, en particulier quand elle est utilisée avec des techniques de réanimation, est probablement suffisamment précise pour détecter de faibles différences dans l'indice de pollution d'une aire donnée quand celle-ci est échantillonnée régulièrement.

6.2.2 Entérocoques

Les entérocoques contenus dans l'eau de mer et dans l'eau douce des zones à vocation récréative sont généralement comptés au moyen de la technique MF décrite par la U.S.Environmental Protection Agency (1985). Après filtration d'une partie de l'échantillon, la membrane est placée sur gélose mE et mise en incubation à 41 °C pendant 48 heures. Les membranes sont alors transférées sur des plaques EIA (dosage immuno-enzymatique) et remises en incubation pendant 20 minutes encore. Toutes les colonies de coloration rose à rouge avec des précipités noirs ou rougeâtres sont considérées comme des entérocoques. On a également étudié une modification de cette méthode MF à une seule étape (Dufour, 1989). Les eaux à forte turbidité et celles qui sont directement influencées par des eaux usées chlorées doivent être examinées au moyen de la technique NPP avec un bouillon à l'azide dextrose, en terminant par une confirmation au moyen de la gélose sélective Pfizer réservée aux entérocoques (American Public Health Association, 1989).

6.2.3 Pseudomonas aeruginosa

À propos de Pseudomonas aeruginosa, il existe diverses méthodes de numération dans les eaux naturelles. Levin et Cabelli (1972) ont décrit une technique MF et un milieu mPA qui étaient plus efficaces et plus précis que les méthodes NPP en usage. Dutka et Kwan (1977) ont corroboré leurs résultats et, au moyen d'une légère modification du milieu mPA et d'une période d'incubation plus longue, ils ont augmenté la sensibilité du test. Brodsky et Ciebin (1978) ont encore modifié le milieu, ce qui leur a permis de rapporter des récupérations de P. aeruginosa comparables à celles qui avaient été obtenues par Dutka et Kwan, mais après 24 heures d'incubation seulement.

Cependant, si l'on doit examiner des eaux à forte turbidité ou des sédiments, c'est la technique NPP qui doit être employée (Environnement Canada, 1978; American Public Health Association, 1989). Cette méthode exige des périodes d'incubation prolongées, ainsi que la confirmation des tubes supposés positifs. Utilisant une technique NPP, Seyfried et ses collaborateurs (1985b) ont observé des récupérations de P. aeruginosa plus importantes à partir des sédiments qu'à partir des eaux ambiantes.

6.2.4 Staphylococcus aureus

L'American Public Health Association (1989) indique une technique expérimentale de numération NPP de Staphylococcus aureus dans l'eau. Une technique MF a été proposée pour la numération de S. aureus dans l'eau des piscines (Alico et Dragonjac, 1978) et elle s'est montrée utile dans les eaux utilisées à des fins récréatives (Seyfried, 1980). Récemment, on a mis au point un nouveau milieu MF destiné à la numération des staphylocoques totaux ainsi que des S. aureus (Borrego et coll., 1987a).

6.2.5 Salmonella et Shigella

Il existe pour l'isolement de Salmonella et de Shigella dans l'eau et les sédiments de nombreuses méthodes ayant recours à la concentration et à l'enrichissement, puis à l'identification et au dépistage au moyen de techniques d'immuno-fluorescence (Environnement Canada, 1978; American Public Health Association, 1989). On a également décrit des techniques NPP et MF destinées à la détermination quantitative de Salmonella (American Public Health Association, 1989).

6.2.6 Aeromonas

Il existe quelques méthodes qui permettent de faire la numération d'Aeromonas en eau douce et en eau de mer. On s'est servi de la méthode NPP pour compter A. hydrophila dans de l'eau d'estuaire (Kaper et coll., 1981). On a également décrit des techniques MF destinées à l'eau douce et à l'eau de mer (Rippey et Cabelli, 1979; Havelaar et coll., 1987).

6.2.7 Campylobacter jejuni

À l'heure actuelle, il n'existe pas de méthode normalisée pour la numération ou la détection de Campylobacter jejuni dans l'eau (American Public Health Association, 1989). Cependant, on a déjà pratiqué la numération des espèces Campylobacter au moyen des méthodes NPP, suivies de techniques permettant d'identifier C. jejuni (Bolton et coll., 1987; Carter et coll., 1987).

6.2.8 Legionella

Des milieux et des méthodes permettant de faire l'isolement et la numération de Legionella dans l'eau ont été décrites (Calderson et Dufour, 1984; Hsu et coll., 1984; Voss et coll., 1984). L'American Public Health Association (1989) a également rassemblé de la documentation sur un prélèvement d'échantillons et sur l'identification et l'isolement des espèces Legionella.

6.2.9 Protozoaires

La technique de récupération des protozoaires dans l'eau est complexe; elle comporte deux étapes : la concentration de volumes importants d'eau et une identification au microscope ordinaire, à contraste de phase ou à fluorescence.

L'American Public Health Association (1989) a décrit un dispositif d'échantillonnage utilisé pour la détection de Giardia lamblia. Spaulding et coll., (1983) ont suggéré la quantification des cystes de Giardia au moyen de la membrane filtrante. Jakubowski et Ericksen (1979) ont revu les méthodes permettant de détecter les kystes de Giardia dans l'eau, et Sauch (1985) a étudié en détail leur identification microscopique.

Les Cryptosporidium spp. peuvent être concentrés à partir de l'eau au moyen de filtres à cartouche de polypropylène, ainsi que l'ont décrit Musial et ses collaborateurs (1987). L'identification des ookystes dans l'eau des rivières a été signalée par Ongerth et Stibbs (1987) et par Gallaher et coll., (1989).

6.2.10 Virus et coliphages

Grâce à des méthodes qui permettent de concentrer des virus à partir de volumes d'eau importants (Wallis et coll., 1972; Payment et coll., 1976; Sobsey et coll., 1980; Gerba et Goyal, 1982; Block et Schwartzbrod, 1982; Gerba, 1983; Payment et Trudel, 1988) et grâce à leur détection par des méthodes extrêmement sensibles (Payment et Trudel, 1985; Margolin et coll., 1986), on peut actuellement faire l'analyse virologique des eaux de surface. Dans une certaine mesure, la méthodologie qui permet de concentrer et d'isoler les virus à partir de volumes importants d'eau a été normalisée (American Public Health Association, 1989), si bien qu'il est possible de surveiller des eaux utilisées à des fins récréatives dans les cas où les données épidémiologiques l'exigent. L'utilisation de filtres à micropores chargés positivement a été recommandée par Sobsey et Jones (1979), mais les filtres à fibres de verre torsadées en profondeur se sont montrés moins coûteux (Payment et Trudel, 1988).

Il existe maintenant des méthodes plutôt simples, rapides et peu coûteuses pour la surveillance des coliphages et des bactériophages dans l'eau. L'une des techniques les plus sensibles pour la numération des coliphages dans l'eau ou les effluents est décrite dans Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater (American Public Health Association, 1989) et utilise E. coli (ATCC 13706) comme hôte.

6.2.11 Phytoplancton toxique

La présence d'espèces de couleur bleu vert présentant un risque de toxicité peut être déterminée au microscope, mais cette méthode ne permet pas de distinguer les espèces toxiques de celles qui ne le sont pas, car elles se ressemblent fortement.

En vue de remplacer les méthodes utilisées antérieurement, qui sont plus longues et font appel à la filtration sur gel (Krishnamurthy et coll., 1986), il a été proposé d'effectuer des analyses chimiques rapides par chromatographie liquide à haute performance en phase inversée (Harada et coll., 1988), par CLHP et colonnes à surface interne en phase inversée (Meriluoto et Eriksson, 1988) de même que par chromatographie sur couche mince à haute performance (Jamel Al-Layl et coll., 1988) dans le cas des toxines agissant sur le foie et provenant de Microcystis aeruginosa et de Anabaena flos-aquae.

Le dosage biologique standard sur souris (Bishop et coll., 1959; Elleman et coll., 1978) constitue une méthode rapide d'évaluation globale de la présence et de la toxicité des hépatotoxines. La durée de survie est une mesure de la toxicité. Falconer et coll., (1981) ainsi que Siegelman et coll., (1984) offrent également des guides d'interprétation des résultats. Codd et coll., (1989) décrivent des tests de cytotoxicité in vitro, des dosages immunologiques et d'autres méthodes nouvelles qui viennent s'ajouter au dosage biologique standard sur souris.

L'analyse chimique de la neurotoxine alcaloïde anatoxine-a provenant d'Anabaena flos-aquae peut être effectuée en quelques heures (Smith et Lewis, 1987). Ikawa et coll., (1982) ainsi que Sasner et coll., (1984) décrivent les analyses chimiques des aphantoxines d'Aphanizomenon flos-aquae.

Pour recueillir des échantillons d'eau destinés à l'identification micro-scopique et à la numération des espèces d'algues, on doit se servir d'un flacon de verre de 100 mL muni d'un couvercle à fermeture rapide. Quand l'échantillon est prélevé, on doit, pour sa conservation, y ajouter quelques gouttes d'une solution de Lugol, jusqu'à ce qu'il prenne la coloration du thé. L'échantillon doit être maintenu réfrigéré.

Pour les essais de toxicité ainsi que pour l'extraction et l'identification des toxines, les échantillons doivent être prélevés au moyen de deux contenants Nalgene d'un litre. La masse d'algues prélevée doit être suffisante pour remplir aux trois quarts chaque contenant. Les échantillons doivent être congelés immédiatement après leur prélèvement, et maintenus dans cet état afin d'empêcher les toxines de se décomposer.

Les animaux que l'on soupçonne d'être morts empoisonnés par les algues bleues doivent être autopsiés par le chirurgien vétérinaire local. Au cours d'une enquête, il peut être approprié de prélever des échantillons d'eau afin d'y rechercher les principaux polluants et pesticides, les constituants chimiques habituels, les nutriments et d'en évaluer la qualité bactériologique.

7. Affichage relatif aux eaux utilisées à des fins récréatives

Quand l'autorité appropriée a déterminé qu'une plage ou un plan d'eau ne convenait pas à l'utilisation récréative, le public doit en être avisé. Normalement, cela comporte l'installation d'un ou de plusieurs panneaux aux endroits les plus visibles le long de la plage ou du rivage. Ces affiches doivent indiquer de façon claire et concise les risques pour la santé et les mesures recommandées. Le texte et les symboles employés doivent être simples et faciles à comprendre; ils doivent indiquer avec clarté l'autorité responsable de la décision. Enfin, l'affichage doit être laissé en place aussi longtemps que nécessaire, mais retiré rapidement dès la disparition des risques pour la santé.