Isolement de Listeria monocytogenes et des autres Listeria spp. dans les aliments et les échantillons environnementaux à l'aide du bouillon Palcam

MFHPB-07
février 2011

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Don Warburton, Ann Boville, Franco Pagotto, Elaine Daley et Cindy Chow
Divisions de l'évaluation et de la recherche
Bureau des dangers microbiens,
Direction des aliments
Repère postal : 2204E
DGPSA, Ottawa (Ontario) K1A 0K9

Courriel : micro_methods_committee@hc-sc.gc.ca

1. Application

Cette méthode est applicable à l'isolement et l'identification de Listeria monocytogenes et des autres Listeria spp. afin de déterminer s'il y a conformité avec les articles 4 et 7 de la Loi sur les aliments et drogues. Pour Listeria monocytogenes et pour Listeria spp, cette méthode a été validée pour l'utiilisation avec les viandes crues, les fruits de mer crus non transformés, les légumes frais congelés et les fromages de lait non pasteurisé. Pour Listeria spp. , cette méthode a été validée pour l'utilisation avec des échantillons environnementaux Un nombre insuffisant de données de validation a été reçu pour les viandes transformées, les noix, les pâtes alimentaires, les provendes, les produits laitiers transformés et les oeufs. . Cette méthode révisée remplace la méthode MFHPB-07, datée de mai 2003, et l'annexe L (supplément à toutes les méthodes de détection de Listeria), datée de août 2005.

2. Principe

Cette méthode permet de déterminer la présence de L. monocytogenes viables et d'autres espèces de Listeria dans le produit. Une portion du produit est d'abord enrichie dans un bouillon de pré-enrichissement et ensuite dans un bouillon d'enrichissement. Ce dernier est ensemencé sur une gélose sélective spécifiée et sur une gélose additionnelle (qui peut être un nouveau milieu chromatogène) et ensuite incubé pendant une période donnée à une température déterminée. On suppose que les cellules viables de L. monocytogenes se multiplient dans ces conditions et forment des colonies visibles qu'il est possible d'identifier. Les résultats positifs présumés sont déterminés en 72 à 96 heures par ensemencement et en 52 à 72 heures lorsqu'on utilise des trousses de détection rapide (MFHPB-29, MFLP-13, MFLP-14, MFLP-33, MFLP-34 et MFLP-71). Les épreuves biochimiques et sérologiques de confirmation sont réalisées sur des colonies purifiées. Des trousses de détection rapide peuvent également être utilisées.

3. Définitions des termes

Voir l'Annexe A du volume 2.

4. Prélèvement des échantillons

Voir l'Annexe B du volume 2.

5. Matériel et équipements spéciaux

Les milieux et les réactifs suivants sont disponibles sur le marché et ils doivent être préparés et stérilisés selon les instructions du fabricant. Voir aussi l'annexe G du volume 2 et la référence 7.1 pour la formulation de chaque milieu.

1) Enrichissement primaire - Bouillon Palcam

2) Enrichissement secondaire - UVM 2

3) Gélose Oxford (OXA)

4) Géloses sélectives secondaires - l'utilisation de l'une d'entre elles est obligatoire

• - Gélose pour Listeria selon Ottaviani & Agosti (ALOA)
• - Gélose A.L. (Bio-Rad)
• - Gélose BBL CHROMagar Listeria (BD)
• - Gélose Brillance Listeria (OCLA ; Oxoid)
• - Milieu au chlorure de lithium, phényléthanol et moxalactame (LPM)
• - Gélose Oxford modifiée (MOX)
• - Gélose PALCAM (PAL)
• - Gélose RAPID'L.Mono (Bio-Rad)

5) Cultures témoins - utiliser des souches ATCC ou l'équivalent

• - Témoins positifs : Listeria monocytogenes, Listera ivanovii, Listeria innocua, Listeria grayi
• - Staphylococcus aureus et Rhodococcus equi - Facultatif

6) Stomacher, mélangeur ou l'équivalent, vortex

7) Microscope

8) Incubateurs pouvant maintenir des températures de 30°C et 35°C.

Milieux de confirmation et réactifs

9) Bouillon et gélose de tryptose (TA)

10) Bouillon et gélose de trypticase-soja additionnés de 0,6 % d'extrait de levure (TSB-YE et TSA-YE)

11) Gélose au sang de cheval ou au sang de mouton - recommandé pour l'épreuve de l'hémolyse

12) Milieu pour l'épreuve de motilité

13) Géloses ou bouillons de fermentation des glucides (mannitol, rhamnose et xylose).
Note : Il est possible d'effectuer les épreuves de fermentation au moyen de trousses d'identification rapide (6.8.2).

Facultatif

14) Test de dépistage rapide tel que les trousses VIDAS LIS (MFHPB-29), Genequence (MFLP-13 and MFLP-14), Vidas LMO 2 (MFLP-33), VIP (MFLP-34), Oxoid Listeria Rapid Test (Clearview) (MFLP-71), ou equivalent

15) Trousse d'identification rapide comme les trousses Vitek ou API Listeria (Bio Mérieux Vitek, Inc.) Micro-ID Listeria (Organon Teknika Corp.), AccuprobeMD pour Listeria (Gen-Probe; MFLP-88), O.B.I.S. Mono (Oxoid Biochemical Identification System; Oxoid) ou l'équivalent

16) Autres géloses nouvelles ou chromogéniques : Des géloses chromogéniques et d'autres nouvelles géloses d'isolement peuvent être utilisées mais seulement de concert avec les milieux obligatoires.

17) Gélose au sang de mouton - pour l'épreuve de CAMP

18) Trousse d'agglutination au Latex (par exemple, la trousse Oxoid Listeria Test)

19) Antisérum de Listeria monocytogenes (Denka Seiken)

20) Solutions pour la coloration de Gram

21) Peroxyde d'hydrogène à 3 % - pour l'épreuve de catalase

22) Produits biochimiques - dextrose, esculine, maltose, α-méthyl-D-mannoside

23) Disques de bêta-lysine (Remel)

6. Marche à suivre

Analyser chaque unité d'échantillonnage séparément ou regrouper les unités d'analyse en composites selon le plan d'échantillonnage présenté dans la politique de Listeria. Compter une partie d'échantillon pour 9 parties de bouillon d'enrichissement stérile. Des données sur la distribution de Listeria peuvent être obtenues en analysant séparément chaque unité d'analyse. Effectuer l'analyse conformément aux instructions suivantes :

6.1 Manipulation des unités d'échantillonnage

6.1.1 Au laboratoire, avant l'analyse, garder toutes les unités d'échantillonnage réfrigérées (0-5 °C) ou congelées, selon la nature du produit, à l'exception des unités provenant d'aliments stables à la température de la pièce.  Faire dégeler les échantillons congelés au réfrigérateur ou pendant une période et à une température qui empêchent les micro-organismes de se multiplier ou de mourir.

6.1.2 Analyser les unités d'échantillonnage aussitôt que possible après leur arrivée au laboratoire.

6.2 Préparation pour l'analyse

6.2.1 Avoir à sa disposition du bouillon Palcam stérile

6.2.2 Nettoyer la surface de travail à l'aide d'un désinfectant approprié.

6.3 Préparation de l'échantillon

6.3.1 Pour s'assurer que l'unité d'analyse est vraiment représentative, agiter les liquides ou les substances fluides jusqu'à ce qu'elles soient homogènes. Si l'unité d'échantillonnage est un solide, constituer l'unité d'analyse en prélevant des portions à plusieurs endroits. Afin de réduire la charge de travail, les unités d'analyse peuvent être regroupées pour l'analyse. Il est recommandé que l'échantillon composite ne contienne pas plus de cinq unités d'analyse.

6.3.2 Échantillons environnementaux : Ajouter 100 ml de bouillon Palcam à une éponge ou un écouvillon de grande taille, ou 100 ml de bouillon Palcam par éponge à un composite comportant jusqu'à 10 éponges (voir MFLP-41) Déposer les petits écouvillons (par exemple, un coton-tige) dans 10 ml de bouillon Palcam ou ajouter 10 ml de bouillon Palcam par écouvillon à un composite comportant jusqu'à 10 écouvillons.

Échantillons alimentaires: Ajouter 25 g ou ml d'aliment (unité d'analyse), à 225 ml de bouillon Palcam dans le bocal d'un mélangeur ou dans un sac Stomacher. Dans le cas des échantillons composites, les unités analytiques peuvent être combinées jusqu'à concurrence de 125g ou ml (par exemple, 125g ou ml d'aliment à 1125 ml de bouillon Palcam). Si des unités d'analyses différentes sont requises, maintenir un ratio de 1 portion d'échantillon pour 9 portions de bouillon Palcam.

Pour les échantillons environnementaux et alimentaires, bien mélanger ou broyer pour homogénéiser. Le bouillon Palcam ensemencé peut être incubé dans le sac Stomacher ou dans tout autre contenant stérile.

6.3.3 Incuber le mélange de pré-enrichissement et les témoins à 35 °C pendant 26-28 heures.

6.4 Enrichissement secondaire

Agiter le bouillon Palcam suffisamment pour le mélanger et laisser les grosses particules d'aliments se déposer. Transférer 1 ml du bouillon Palcam dans 9 ml d'UVM 2. Incuber à 30 °C pendant 26 à 48 heures.

6.4.1 Réfrigération de cultures d'enrichissement secondaire (UVM 2) - FACULTATIF

La réfrigération des cultures d'enrichissement secondaire (UVM 2) assure au laboratoire une productivité et une flexibilité analytique plus grandes. Les cultures UVM 2 obtenues le vendredi à partir d'échantillons analysés le jeudi précédent sont réfrigérées (4 à 10 °C) pendant la fin de semaine. Le lundi suivant, le contenu des cultures UVM 2 réfrigérées est remis en suspension et ensemencé sur des géloses. Procéder de la façon décrite en 6.4.2 et 6.5.

6.4.2 Trousses de détection rapide

On peut utiliser des trousses d'identification rapide comme. les trousses VIDAS LIS (MFHPB-29), Genequence (MFLP-13 and MFLP-14), Vidas LMO 2 (MFLP-33), VIP (MFLP-34), Oxoid Listeria Rapid Test (Clearview) (MFLP-71), ou equivalent Inoculer les trousses à partir de l'enrichissement secondaire en suivant les instructions du fabricant. Il faut confirmer les réactions positives par la méthode d'isolement ci-dessous.

6.5 Méthode d'isolement

6.5.1 Mélanger au vortex, étaler le bouillon UVM2 en stries sur deux géloses distinctes. Utiliser une gélose Oxford et l'une des géloses suivantes tel que défini au point 5 : gélose ALOA, gélose A.L, gélose BBL CHROMagar Listeria, gélose au chlorure de lithium, phényléthanol et moxalactame, gélose Oxford modifiée, gélose PALCAM ou gélose RAPID'L.Mono. Incuber les géloses LPM à 30°C et toutes les géloses sélectives à 35°C pendant 48 heures à moins que la duré et température d'incubation ne soit précisée par le fabricant. Examiner toutes les géloses à 24 heures pour détecter la présence de colonies typiques et à 48 h si applicable au milieu utilisé.

6.5.2 Géloses OXA- Après 24 heures, Listeria spp forme des colonies noires de 1 mm de diamètre entourées d'un halo noir. Après 48 heures, des colonies noires de 2 à 3 mm de diamètre au centre affaissé et entourées d'un halo noir sont observées. Les colonies peuvent aussi présenter une apparence brun noir ou vert noir. Si les géloses sont examinées moins de 24 heures après le début de l'incubation, des colonies de Listeria sans la coloration noire caractéristique peuvent être décelées. Certaines souches de Listeria autres que L. monocytogenes sont inhibées par ce milieu s'il est incubé à 35°C.

6.5.3 Gélose Listeria selon Otaviani & Agosti - Les colonies de Listeria spp sont bleu-vert et les colonies de L. monocytogenes et L. ivanovii forment des colonies bleu-vert entourées d'un halo blanc opaque après 24 heures d'incubation. Les autres espèces Listeria forment des colonies bleu-vert sans halo. Consulter les instructions du fabricant pour une description plus détaillée.

6.5.4 Gélose A.L. - Toutes les espèces de Listeria forment des colonies bleues à bleu-vert. Les colonies de L. monocytogenes et de L. ivanovii ont des halos opaques autour des colonies après 24 et 48 heures d'incubation respectivement.

6.5.5 BBL CHROMagar - L. monocytogenes et L. ivanovii forment des colonies bleu-vert entourées d'un halo blanc opaque. Les autres espèces de Listeria forment des colonies bleu-vert sans halo.

6.5.6 Gélose LPM - Pour repérer les colonies suspectes sur les géloses LPM, examiner les géloses à l'aide d'un faisceau de lumière blanche suffisamment puissant pour bien éclairer la gélose, en formant un angle de 45° avec le fond de la gélose. Sous une transillumination optimale, les colonies de Listeria les plus isolées et les plus grosses (âgées de 48 heures) apparaissent comme des amas blanchâtres de verre pilé présentant souvent des structures internes en mosaïque et, parfois, des reflets irisés bleu gris qui ont tendance à scintiller. Les colonies peuvent aussi paraître lisses et bordées de bleu. Lorsque la croissance est confluente, un reflet bleu gris irisé et homogène peut être observé.

6.5.6 Géloses MOX- Après 24 heures, Listeria spp forme des colonies noires de 1 mm de diamètre entourées d'un halo noir. Après 48 heures, des colonies noires de 2 à 3 mm de diamètre au centre affaissé et entourées d'un halo noir sont observées. Les colonies peuvent aussi présenter une apparence brun-noir ou vert-noir. Si les géloses sont examinées moins de 24 heures après le début de l'incubation, des colonies de Listeria sans la coloration noire caractéristique peuvent être décelées. Certaines souches de Listeria autres que L. monocytogenes sont inhibées par ce milieu s'il est incubé à 35°C.

6.5.8 Gélose Brillance Listeria (autrefois gélose OCLA) - L. monocytogenes et L. ivanovii forment des colonies bleues entourées d'un halo opaque, alors que les autres espèces de Listeria forment des colonies bleuessans halo après 24 heures.

6.5.9 Gélose PAL- Les colonies de Listeria spp mesurent environ 2 mm de diamètre, ont une coloration gris-vert, un centre noir affaissé et un halo noir sur fond rouge cerise. Certaines souches d'Enterococcus et de Staphylococcus forment des colonies grises entourées d'un halo brun-vert, ou des colonies jaunes entourées d'un halo jaune

6.5.10 RAPID L. Mono - L. monocytogenes forme des colonies bleues sans halo jaune alors que L.ivanovii forme des colonies bleu-verdâtre avec un halo jaune. Les autres espèces de Listeria sont d'une couleur jaune à blanche.

6.6 Méthode d'identification - Confirmation

6.6.1 Si les colonies sont bien isolées sur les géloses sélectives : Prélever au moins cinq colonies caractéristiques de chaque gélose sélective et les déposer sur de la gélose au sang (comme en 6.6.2).

Si les colonies ne sont PAS bien isolées sur les géloses sélectives : Prélever au moins cinq colonies caractéristiques de chaque gélose sélective et les déposer sur de la gélose au tryptose (TA) ou de la gélose trypticase-soja avec extrait de levure à 0,6 % (TSA-YE) en formant des stries pour la séparation. Incuber les géloses à 30 °C pendant 24 à 48 heures, ou jusqu'à ce que la croissance soit satisfaisante. Examiner les boîtes sous l'éclairage décrit en 6.5.2 pour déceler la présence des colonies caractéristiques.

Il est possible de confirmer la présence de Listeria en utilisant les épreuves de motilité, d'hémolyse et des 3 géloses de glucides (mannitol, rhamnose et xylose) ou d'autres étapes de confirmation publiées dans le Compendium des méthodes analytiques et considérées équivalentes. Des épreuves biochimiques supplémentaires sont facultatives. Des trousses d'identification rapide peuvent aider à renforcer la confirmation de ces résultats et à distinguer les différentes espèces de Listeria (voir 6.7.1).

6.6.2 Hémolyse

Quadriller le fond de boîtes de gélose au sang (de cheval ou mouton) de façon à obtenir de 20 à 25 carrés. Prélever des colonies caractéristiques des géloses sélectives (si les colonies sont bien isolées) ou des géloses TA ou TSA-YE (si elles sont ensemencées de façon à assurer leur pureté) et ensemencer les géloses de sang l en transférant par piqûre une colonie par carré.

Il faut toujours ensemencer par piqûre des témoins positifs et négatifs (L. monocytogenes, L. ivanovii et L. innocua ou L.grayi). Incuber à 35 °C pendant 24 heures.

Examiner par transillumination avec un éclairage intense les géloses au sang ensemencées par piqûre (tenir la gélose de telle façon que la lumière provient de l'arrière). L. monocytogenes produit une zone d'hémolyse légère au point de piqûre; L. innocua ne produit aucune zone d'hémolyse tandis que L. ivanovii produit une zone franche d'hémolyse. au point de piqûre.

6.6.3 Motilité

Gélose : Ensemencer le milieu pour motilité à partir des géloses sélectives, TA ou TSA-YE. Incuber pour un minimum de 48 heures à la température de la pièce. Observer tous les jours. Si les résultats sont ambigus après 48 heures, l'incubation peut être poursuivie jusqu'à 7 jours. Seules les cellules de Listeria produisent une croissance typique en forme de parapluie

et/ou

Montage humide : Prélever au moins une colonie caractéristique de chaque gélose sélective, TA ou TSA-YE, et procéder à un examen par montage humide en utilisant une solution physiologique à 0,85 % comme milieu de suspension et l'objectif à immersion d'huile d'un microscope à contraste de phase.

Ou alternativement : Inoculer des bouillons de TSB-YE ou de TB et incuber à 30 °C jusqu'au lendemain. Transférer une anse des cultures dans un bouillon TSB-YE ou TB frais et incuber à 25 °C pendant 6 heures. Déposer une goutte de chaque culture de 6 heures sur une lame de verre et examiner la motilité typique de Listeria au moyen d'un objectif à immersion ou d'un microscope à contraste de phase. Les Listeria ressemblent à des bâtonnets fins, courts, qui bougent par culbute. Il faut toujours les comparer à une culture de Listeria connue. Les coques, les gros bâtonnets et les bâtonnets qui se déplacent rapidement par des mouvements natatoires ne sont pas des Listeria.

6.6.4 Utilisation des glucides

Géloses : Quadriller le fond des boîtes de gélose aux glucides (mannitol, rhamnose et xylose) de façon à obtenir de 20 à 25 carrés. Prélever des colonies caractéristiques des géloses sélectives ou des géloses TA ou TSA-YE et ensemencer les géloses par piqûre en déposant une culture par carré. Il faut s'assurer que chaque colonie est placée au même endroit dans tous les carrés. Il faut toujours préparer des témoins positifs et négatifs (L. ivanovii, L. monocytogenes et L. grayi). Incuber à 35 °C pendant 24 heures. 

et/ou

Bouillons : Utiliser la culture TSB-YE pour ensemencer des bouillons pourpres additionnés de solutions de dextrose, d'esculine, de maltose, de mannitol, de rhamnose, d'α-méthyl-D-mannoside et de xylose à 0,5 %. Incuber à 35 °C pendant 7 jours. Examiner les milieux tous les jours. Listeria spp. acidifie le milieu sans dégagement de gaz ou ne produit aucune réaction.

Consulter le tableau 1 pour les caractéristiques de fermentation des glucides des diverses espèces de Listeria. .

6.7 Méthode d'identification - Épreuves facultatives

6.7.1 PCR

À partir d'une colonie unique prélevée d'une gélose sélective, suivre une méthode de confirmation validée pour l'identification de l'espèce Listeria. Il est suggéré que les colonies identifiées par PCR soient aussi ensemencées sur une gélose TA ou TSA-YE à partir de la gélose au sang (6.6.2) afin d'obtenir des colonies isolées. Des épreuves biochimiques peuvent être nécessaires si mentionnées dans la méthode PCR. Suivre les étapes décrites dans la méthode PCR et consulter cette dernière pour l'interprétation des résultats obtenus par PCR..

6.7.2 Trousses d'identification rapide

Trousses d'identification rapide comme Vitek ou API Listeria (Bio Mérieux Vitek, Inc.) Micro-ID Listeria (Organon Teknika Corp.) ou Listeria AccuprobeMD (Gen-Probe). Suivre les instructions du fabricant

6.7.3 Catalase

Soumettre une colonie caractéristique à une épreuve de dépistage de la catalase. Transférer une colonie sur une lame de verre propre et ajouter une goutte de peroxyde d'hydrogène à 3 %. La formation de bulles indique une réaction positive. Les cellules de Listeria sont positives pour la catalase. Éviter de choisir des colonies de gélose contenant du sang, car elles peuvent produire un résultat faussement positif.

6.7.4 Coloration de Gram :

Listeria est un petit bâtonnet Gram-positif.

6.7.5 Épreuve de CAMP :

Sur une gélose au sang de mouton, étaler en stries verticales des isolats frais de Staphylococcus aureus et de Rhodococcus equi ß-hémolytiques. Espacer les stries verticales de manière à pouvoir étaler les souches à l'étude en stries horizontales sans toucher aux stries verticales. Après 24 à 48 heures d'incubation à 35 °C, rechercher les zones d'hémolyse à proximité des stries verticales.

6.7.5.1 L'hémolyse de L. monocytogenes et de L. seeligeri est plus prononcée à proximité de la strie de Staphylococcus et l'hémolyse de L. ivanovii est plus prononcée à proximité de la strie de Rhodococcus. Les autres espèces de Listeria sont négatives à l'épreuve de CAMP. L'épreuve permet de distinguer L. ivanovii de L. seeligeri et aussi de distinguer une souche de L. seeligeri faiblement hémolytique de L. welshimeri.

6.7.5.2 On peut également réaliser l'épreuve de CAMP au moyen de disques stériles de ß-lysine vendus dans le commerce et qui renferment le facteur S. aureus. Déposer un disque de ß-lysine au centre d'une gélose au sang de mouton et ensemencer la gélose en stries radiales au moyen de 4 ou 5 cultures de Listeria sans toucher le disque avec l'inoculum. Après 18 à 24 heures d'incubation à 35 °C, on peut observer une réaction très nette entre le disque et les cultures de L. monocytogenes ou de L. seeligeri. L. ivanovii est fortement hémolytique et produit une zone claire de ß-hémolyse le long de toute la strie.

6.8.5 Sérologie :

Suivre les instructions du fabricant fournies avec les antisérums.

6.8 Interprétation des résultats - Identification de l'espèce

Les espèces de Listeria se présentent sous la forme de petits bâtonnets mobiles Gram-positifs, catalase-positives, uréase-négatives et elles acidifient la pente et le culot du milieu TSI sans dégagement de H₂S. Les Listeria fermentent le dextrose, l'esculine et le maltose. Certaines espèces fermentent également le mannitol, le rhamnose et le xylose et acidifient les milieux. Toutes les espèces montrent une réaction +/+ dans le bouillon RM-VP. L. grayi et L. murrayi sont les deux seules espèces à fermenter le mannitol et L. murrayi, la seule espèce à réduire les NO3- en NO2-. Noter qu'il a été proposé de considérer L. grayi et L. murrayi comme une seule espèce (7.6).

L. monocytogenes, L. ivanovii et L. seeligeri (faiblement) hémolysent les géloses au sang de cheval ou au sang de mouton. Les trois espèces donnent une réaction positive à l'épreuve de CAMP. L. monocytogenes est la seule des trois espèces qui ne fermente pas le xylose mais fermente le rhamnose. L'épreuve de CAMP permet de distinguer L. ivanovii de L. seeligeri, puisque L. seeligeri produit une zone d'hémolyse prononcée uniquement à proximité de la strie de Staphylococcus et que L. ivanovii produit une zone d'hémolyse prononcée à proximité de la strie de R. equi.

L. innocua se différencie de L. monocytogenes uniquement par son incapacité à hémolyser la gélose au sang et par une épreuve de CAMP négative. Si l'on ne procède pas à l'épreuve de CAMP, on risque de confondre L. welshimeri, qui est rhamnose-négatif, et L. seeligeri, qui est faiblement hémolytique.

On trouvera dans les tableaux ci-joints un sommaire des caractéristiques biochimiques et sérologiques, ainsi que de la pathogénicité des différentes espèces de Listeria. Il faut recueillir toutes les données avant de déterminer les espèces.

Déclarer toutes les espèces de Listeria identifiées. Noter que cette méthode ne peut pas être utilisée pour déterminer l'absence de Listeria monocytogenes dans les échantillons environnementaux.

7. Références

7.1 Atlas, R.M. 1997. Handbook of Microbiological Media. Second edition. L.C. Parks (editor). CRC Press Inc.

7.2 Sante Canada, Direction générale des Produits de Sante et des Aliments. 2010. La Politique sur la présence de Listeria monocytogenes dans les aliments prêts-à-manger.

7.3 Bille, J. 2007. Listeria and Erysipelothrix. In P.R. Murray (ed.), Manual of Clinical Microbiology, 9th Edition. ASM Press, pp. 474-484.

7.4 McLauchlin J. 2005. Listeria. In S.P. Borriello, P.R. Murray and G. Funke (ed.), Topley and Wilson's Microbiology and Microbial Infections, 10th Edition. ASM Press, pp. 956-969.

7.5 Rocourt, J., and C. Buchrieser. 2007. The genus Listeria and Listeria monocytogenes: Phylogenetic position, taxonomy and identification. In E.T. Ryser and E.H. Marth (ed.), Listeria, Listeriosis and Food Safety, 3rd edition. CRC Press, pp. 1-20.

7.6 Rocourt, J., P. Boerlin, F. Grimont, Ch. Jacquet, and J.-C. Piffaretti. 1992. Assignment of Listeria grayi and Listeria murrayi to a single species, Listeria grayi, with a revised description of Listeria grayi. Int. J. Syst. Bacteriol 42: 69-73

7.7 Seeliger, H.P.R. and D. Jones.1986. The Genus Listeria. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. Volume 2. Williams and Wilkins, Baltimore. pp. 1235-1245.

7.8 Wagner, M. and J. McLauchlin. 2008. Biology. In D. Liu (ed.), Handbook of Listeria monocytogenes. CRC Press, pp. 3-25.

Tableau 1 Caractéristiques distinctives des espèces du genre Listeria^a

Caractéristiques	L. monocytogenes	L. innocua	L.ivanovii subsp. Ivanovii	L. ivanovii subsp. londoniensis	L. welshimeri	L. seeligeri	L. grayi
Coloration de Gram	+	+	+	+	+	+	+
β-hémolyse	+	-	++b	++	-	+	-
Production d'acide à partir du
Mannitol	-	-	-	-	-	-	+
L-rhamnose	+	V	-	-	V	-	V
D-Xylose	-	-	+	+	+	+	-
Epreuve du CAMP
S. aureus	+	-	-	-	-	+	-
R. equi	V	-	+	+	-	-	-
Production d'acide à partir du
α-méthyl-d-glucoside	+	+	-	-	+	-	+
Amidon soluble	-	-	-	-	ND	ND	+
Ribose	-	-	+	-	-	-	V
N-acetyl-β-D-mannosamine	ND	ND	V	+	ND	ND	ND
Hydrolyse de l'hippurate	+	+	+	+	ND	ND	-
Production de lipase	+	-	+	+	-	+	-
Activite de l'Arylesterase	-	+	+	+	+	+	+
Réduction des nitrates	-	-	-	-	ND	ND	V

^a + ≥ 90% des souches sont positives; -, + ≥ 90% des souches sont négatives; ND non déterminée: V, variable. Adaptées de 7.3,7.4,7.5,7.7 et 7.8.
^b++, habituellement une zone d'hémolyse plus large est observée.

Tableau 2 Sérologie, activité hémolytique et virulence pour la souris de différentes espèces de Listeria

Espèce	Sérotype	Hémolyse par piqûre sur sang de cheval (7 %)	Virulence pour la souris
L. monocytogenes	1/2a, 1/2b, 1/2c, 3a, 3b, 3c, 4a, 4ab, 4b, 4b(x), 4c, 4d, 4e, 7	+	+
L. ivanovii	5	+	+
L. innocua	4ab, 6a, 6b, un*	-	-
L. welshimeri	6a, 6b	-	-
L. seeligeri	1/2b, 4c, 4d, 6b, un*	+	-

*  un = non définie.

Tableau 3 Réactions de différentes espèces de Listeria à l'épreuve de CAMP

	Réaction hémolytique
Espèce	S. aureus	R. equi
L. monocytogenes	+	-
L. ivanovii	-	+
L. innocua	-	-
L. welshimeri	-	-
L. seeligeri	+	-

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